稀释法试验是一种定量测定方法，主要分为液体稀释法和琼脂稀释法2种。为了定量测定抗菌材料的活性，抗菌材料与肉汤或琼脂培养基混合进行稀释，然后接种被测细菌，孵育过夜，观测结果：抑制细菌生长的最低浓度为最小抑菌浓度（mini-malinhibitoryconcentration，简称MIC）；杀灭细菌的最低杀菌浓度（minimalbactericidalconcentration，简称MBC）。

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    抗菌检测：液体稀释法

    液体稀释法即肉汤稀释法，取无菌试管12支，每管加入肉汤2mL，在第1管加入药物2mL混匀，连续对倍稀释至第11管，并从第11管中吸取2mL弃去，第12管做为对照组。在每管内加入制备好的菌株各100μL，使每管最终菌液浓度约为5×10^5CFU/mL。各试管置35℃培养12～18h后观察结果，在读取MIC前，检查生长对照管的细菌生长情况是否良好，同时检查接种物的传代培养情况，以确定其是否污染，肉眼观察无细菌生长试管的最低浓度，即为受试菌的MIC。将无细菌生长的试管进行平板培养，没有菌落生长的平板中浓度，即为受试菌的MBC。白雪等采用肉汤稀释法，测量水杨梅和冰团花的不同提取物对6种试验菌的抑菌活性。

    试验结果应在12～18h内观察，若超过18h，细菌将会在高浓度的药物中生长，导致测试结果偏大。同时液体稀释法比较繁琐，一般不作为常规试验。

    抗菌检测：琼脂稀释法

    根据试验设计，将不同浓度的有机抗菌材料分别加入到50℃的琼脂培养基中，充分混匀倾倒于灭菌培养皿中，琼脂厚度约4mm。通常按1︰9比例配制抗菌材料的琼脂平板，根据需要来选择抗菌材料浓度范围。以多点接种器或定量移液器吸取制备好的菌液（1～2μL）接种于琼脂表面，形成直径为5～8mm的菌斑，每个菌斑含菌数约为104CFU，以抑制细菌生长的最低浓度为MIC。无细菌生长的平板，37℃培养箱中继续培养18h，以不出现菌落的平板内抗菌材料的最小浓度为MBC。

    一般说来，用对倍稀释法测出的药物抗菌效力比用扩散法要大些，这可能与抗菌材料在琼脂中的渗透性有关。由于抗菌材料分子可溶性差或者与琼脂之间相互作用力强，药物在固体培养基上的扩散受到限制，结果易受到影响。琼脂稀释法的优点是可在同一个平板上对多种菌株进行测定，易发现污染菌，结果可靠。缺点是制备抗菌材料的琼脂平板费时费力，抗菌材料浓度不易控制。

    抗菌检测：微量稀释法

    将不同浓度的抗菌材料溶液分别加至灭菌的96孔聚苯乙烯板中，第1至第11孔加样品液，每孔10μL，第12孔不加药作为生长对照，向每孔中加稀释好的菌悬液100μL，密封后置37℃孵育16～20h后判断结果。肉眼判断未见细菌生长的板孔中样品浓度为MIC。从未见细菌生长的板孔中各吸取0.1mL涂布于琼脂平板，继续培养，菌落数小于5个的最低样品浓度即为该样品的MBC。

    微量液体稀释法不但简化了常规肉汤稀释法，还能够一次性处理大量样品。同时此法还克服了琼脂稀释法因分子结构复杂而无法快速扩散的问题，使有机抗菌分子能够直接与测定菌接触，快速得出结果。试验过程中，当有大量细菌生长时可以清楚看到浑浊或沉淀，但是，当细菌的生长量较少时，凭肉眼是无法准确判断培养液中细菌是否生长抑制。因此，微量液体稀释法所测得的MIC结果，有时会略低于常量肉汤稀释法。

    抗菌检测：TTC-MIC

    为了克服肉眼无法准确判断培养液中细菌的生长抑制终点的问题，显色法被引入至微量液体稀释法测试中，对其进行改良。

    TTC-MIC法是以氯化三苯四氮唑（TTC）作为氧化还原指示剂，进行微量液体稀释法显色改进的一种方法，MIC的定义为阻止颜色变红的最低药物浓度。TTC是作为细菌呼吸的氢受体加入培养基中的，如果有细菌存在，培养后的细菌在脱氢酶的作用下，便由无色的TTC变为红色而不溶于水的三苯甲腙（TTF），从而使细菌着色，培养基中出现红色的颗粒，当有大量细菌存在时，表观现象会出现培养液变红的显现，因此TTC-MIC法可以较为准确地判断细菌生长抑制终点，得到较为确切的结果。但TTC在高浓度时也有抑菌效果，0.03mg/mL的TTC对金黄色葡萄球菌就出现了明显的抑菌效果，因此在作抑菌试验时应首先测定其适宜使用浓度，保证在其适宜浓度下不对测试菌产生抑菌作用。

    除了TTC，噻唑蓝（MTT）和Alamarblue也有应用。细菌能将黄色的MTT还原成蓝紫色的甲瓒；将蓝色的Alamarblue还原成粉红色产物。与MTT相比，Alamarblue对细胞无损伤，在培养液中性质稳定，不易自发地产生氧化还原反应，可在孵育结束3h前加入指示剂，继续孵育记录颜色变化，是一种性能优异的新型水溶性好的染料。